小鼠脑组织取材是神经科学研究中的基础操作，常用于组织学分析（如HE染色、免疫组化）、分子生物学检测（如PCR、Western blot）或电镜观察等。以下是标准化的取材流程及注意事项：
一、实验前准备
1. 器材与试剂：
· 解剖器械：眼科剪、镊子（直头和弯头）、骨钳、手术刀片
· 灌注装置（注射器、导管）、生理盐水、4%多聚甲醛（PFA）
· 冰块、冻存管（用于速冻组织）、OCT包埋剂（用于冰冻切片）
· 麻醉剂（如异氟烷或戊巴比妥钠）
2. 动物准备：
· 成年小鼠（根据实验需求选择品系和年龄），实验前禁食4-6小时（减少胃肠内容物干扰）。
二、标准化取材流程
步骤1：麻醉与安乐死
· 麻醉：
使用异氟烷吸入麻醉（诱导浓度3-5%，维持1-2%），或腹腔注射戊巴比妥钠（50 mg/kg）。
确认麻醉深度：夹趾无反应、呼吸平稳。
· 安乐死：
· 若需灌注固定（组织学实验）：直接进入灌注步骤。
· 若无需灌注（如新鲜组织提取RNA）：颈椎脱臼法快速处死。
步骤2：经心灌注（适用于组织固定）
1. 开胸暴露心脏：
· 固定小鼠于解剖板，酒精消毒胸腹部皮肤。
· 剪开胸腔，暴露心脏，剪破右心耳（放血口）。
2. 灌注操作：
· 灌注生理盐水：将灌注针（25G）插入左心室，缓慢灌注预冷生理盐水（约20 mL），至肝脏和肺脏变白、右心耳流出液清澈。
· 灌注4% PFA：换用4%多聚甲醛继续灌注（20-30 mL），至小鼠四肢和尾巴僵硬。
· 目的：清除血液、固定组织，减少红细胞残留对后续实验的干扰。
步骤3：取脑操作
1. 快速断头：
· 用锋利剪刀在枕骨大孔处断头，将头部置于冰上预冷。
2. 剥离皮肤与颅骨：
· 用镊子剥离头部皮肤，暴露颅骨。
· 用骨钳从枕骨大孔处小心剪开颅骨，沿矢状缝向两侧剥离（避免损伤脑组织）。
3. 完整取出脑组织：
· 用弯头镊子轻轻托起嗅球，将脑组织从颅底缓慢分离，注意保留视神经和脑干连接。
· 将全脑置于预冷的生理盐水或PFA中（根据实验需求）。
一、实验前准备
1. 器材与试剂：
· 解剖器械：眼科剪、镊子（直头和弯头）、骨钳、手术刀片
· 灌注装置（注射器、导管）、生理盐水、4%多聚甲醛（PFA）
· 冰块、冻存管（用于速冻组织）、OCT包埋剂（用于冰冻切片）
· 麻醉剂（如异氟烷或戊巴比妥钠）
2. 动物准备：
· 成年小鼠（根据实验需求选择品系和年龄），实验前禁食4-6小时（减少胃肠内容物干扰）。
二、标准化取材流程
步骤1：麻醉与安乐死
· 麻醉：
使用异氟烷吸入麻醉（诱导浓度3-5%，维持1-2%），或腹腔注射戊巴比妥钠（50 mg/kg）。
确认麻醉深度：夹趾无反应、呼吸平稳。
· 安乐死：
· 若需灌注固定（组织学实验）：直接进入灌注步骤。
· 若无需灌注（如新鲜组织提取RNA）：颈椎脱臼法快速处死。
步骤2：经心灌注（适用于组织固定）
1. 开胸暴露心脏：
· 固定小鼠于解剖板，酒精消毒胸腹部皮肤。
· 剪开胸腔，暴露心脏，剪破右心耳（放血口）。
2. 灌注操作：
· 灌注生理盐水：将灌注针（25G）插入左心室，缓慢灌注预冷生理盐水（约20 mL），至肝脏和肺脏变白、右心耳流出液清澈。
· 灌注4% PFA：换用4%多聚甲醛继续灌注（20-30 mL），至小鼠四肢和尾巴僵硬。
· 目的：清除血液、固定组织，减少红细胞残留对后续实验的干扰。
步骤3：取脑操作
1. 快速断头：
· 用锋利剪刀在枕骨大孔处断头，将头部置于冰上预冷。
2. 剥离皮肤与颅骨：
· 用镊子剥离头部皮肤，暴露颅骨。
· 用骨钳从枕骨大孔处小心剪开颅骨，沿矢状缝向两侧剥离（避免损伤脑组织）。
3. 完整取出脑组织：
· 用弯头镊子轻轻托起嗅球，将脑组织从颅底缓慢分离，注意保留视神经和脑干连接。
· 将全脑置于预冷的生理盐水或PFA中（根据实验需求）。